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          不同非洲豬瘟病毒實驗室檢測方法的對比
          更新時間:2019-03-08   點擊次數:6491次

          不同非洲豬瘟病毒實驗室檢測方法的對比

           

          一、簡介

          非洲豬瘟(Africann Swine Fever, ASF)是由非洲豬瘟病毒科非洲豬瘟病毒(African Swine Fever Virus,ASFV)感染引起的家豬和野豬的一種急性、熱性、高度接觸性傳染病1。臨床癥狀與豬瘟極其相似,以高熱、皮膚發紺、內臟器官嚴重出血、呼吸障礙和神經癥狀為主要特征。本病傳播快、致死率高,對養豬業危害巨大,是我國一類動物疫病和世界動物衛生組織(OIE)規定的必須報告的動物疫病,受到世界各國的高度重視2。本病是以節肢動物作為傳播媒介的DNA病毒。ASF已在非洲、歐洲和美洲等幾十個國家暴發,“三全水餃事件”則將非洲豬瘟直接推向大眾的面前。目前,本病尚無有效的預防疫苗和治療藥物,防止疫情擴大的有效措施就是撲殺。因此事先建立簡便、快速、準確的ASFV檢測方法顯得十分必要。本文ASFV實驗室檢測的不同方法,進行對比分析。

          二、檢測方法

          2.1 血清學檢測方法

          2.1.1酶聯免疫吸附試驗(ELISA)

          ELISA利用抗原抗體進行免疫反應的定性和定量檢測,應用于血清抗體的檢測,適用于大批量樣品的檢測。ASFV含有約150種蛋白,目前國內外常用作檢測抗原的蛋白有VP73、VP72、P54、P32、P30等3。

          優點快速、方便。

          缺點:(1)一般情況下, 非洲豬瘟病毒進入豬體內, 7天后才能誘導產生較高的Ig G抗體,而7天的時候,足以出現早期臨床癥狀,并已經傳染給其他家豬,因此該檢測方法往往具有難以解決的滯后性。(2)針對不同蛋白會出現個別差異,增加排查的難度3。

          2.1.2膠體金免疫層析(GICA)試紙條

          運用雙抗體夾心法原理純化后的抗ASFV單克隆抗體制備金標抗體, 應用于檢測ASFV的膠體金免疫層析試紙條,也稱為檢測卡。

          優點:使用方便;

          缺點:(1)靈敏度低;(2)一般情況下, 非洲豬瘟病毒進入豬體內, 7天后才能誘導產生較高的Ig G抗體,而7天的時候,足以出現早期臨床癥狀,并已經傳染給其他家豬,因此該檢測方法往往具有難以解決的滯后性3。

          2.1.3熒光抗體試驗(FAT)

          熒光抗體試驗(FAT)可用于檢測野外可疑豬或實驗室接種豬的脾、淋巴結等組織壓片和冰凍切片中的ASFV抗原。

          優點敏感性和特異性較佳;

          缺點:需要專業試驗人員,同時需要熒光顯微鏡及高質量的熒光標記抗體。因此僅作為ASFV的輔助檢測方法4

          2.1.4免疫組化法

          該方法用來檢測急性感染ASFV豬的扁桃體組織病理學變化,通過檢測發現,感染ASFV豬有出血、單核細胞增多現象。免疫組化法對于臨床癥狀不明顯的病例,確診有一定難度,因此,該方法僅作為ASFV的輔助檢測方法。

          優點特異性較佳;

          缺點:對于臨床癥狀不明顯的病例,確診有一定難度4。

          2.2分子生物學檢測方法

          2.2.1 PCR

          體外擴增基因的一種方法,是目前ASFV常用的實驗室檢測方法。研究表明,非洲豬瘟感染8小時, 便可從血液中檢測到其核酸物質,因此針對非洲豬瘟病毒保守區域設計引物,對采集的血液或組織病料等相關物質進行DNA提取,進行PCR反應,可對其進行快速準確診斷。是目前ASFV常用的實驗室檢測方法。眾多國內外研究5-9建立了ASFV的PCR檢測方法,表明該方法具有良好的敏感性和特異性,可以檢測出極低含量的ASFV,為ASFV早期感染的快速診斷提供了有效的分子生物學檢測方法。

          優點:簡單快速、靈敏度高和特異性強。

          2.2.2 熒光定量PCR

          通俗講是PCR的升級版。實時熒光定量PCR比常規PCR具有更高的敏感性和特異性,可同時快速檢測大批量樣品,其更加敏感、準確。舉例,McKillen等10(2010)根據9GL基因建立了MGB探針實時熒光定量PCR檢測方法,低可以檢測到20拷貝標準DNA。

          優點:敏感性和特異性高。

          2.2.3 探針雜交技術

          能有效排除PCR檢測過程中的非特異性結果, 省去了瓊脂糖凝膠電泳步驟,操作簡便、檢測迅速,在酶標板中可批量反應,為ASFV核酸檢測方法開辟了新的途徑,

          該方法的建立難度較高、操作較繁瑣, 對實驗人員技術水平要求較高。

          三、小結

          • 目前,ASFV的檢測技術主要有針對病毒DNA的核酸檢測技術和基于病毒抗原、抗體反應的免疫學技術兩大類。
          • OIE推薦檢測ASFV的方法主要有PCR、實時熒光定量PCR、ELISA等。用免疫學方法檢測抗體可以了解ASFV感染、發生、發展的進程,但抗體只有在病毒感染至一定時期后才會出現,故ELISA等抗體檢測方法存在一定的局限性和滯后性
          • PCR、實時熒光定量PCR等分子生物學技術在豬感染ASFV的早期即可檢測到病毒核酸,在ASFV的早期檢測中具有重要作用。
          • 總之,ASFV的實驗室檢測方法多種多樣,但若要求檢測結果準確、快速、敏感,我們推薦PCR、實時熒光定量PCR的方法,這不僅對感染ASFV的動物治療非常重要,而且對未感染的動物及時采取有效的預防措施同樣具有重要的意義。
          • 隨著免疫學與分子生物學技術的不斷發展,ASFV的實驗室檢測方法必將不斷完善,進一步為我國開展ASF的監測與綜合防控提供技術支持。

           

           

          【參考文獻】

          1. 常華, 花群義, 段綱, 項勛, 曾昭文. 非洲豬瘟的研究進展. 中國畜牧獸醫 2007; 34 (1):116-118.

          2. 王君瑋, 張玲, 王志亮, 王華, 包靜月. 非洲豬瘟傳入我國危害風險分析. 中國動物檢疫 2009; 26 (3):63-66.

          3. 常華, 花群義, 段綱. 非洲豬瘟病毒的分子生物學研究進展. 微生物學通報 2007; 34 (3):572-575.

          4. 莊金秋, 梅建國, 謝金文, 李峰, 沈志強. 非洲豬瘟病毒實驗室檢測方法研究進展. 飼料與畜牧 2017;  (22).

          5. Agüero M, Fernández J, Romero L, Sánchez MC, Arias M, Sánchezvizcaíno JM. Highly Sensitive PCR Assay for Routine Diagnosis of African Swine Fever Virus in Clinical Samples. Journal of Clinical Microbiology 2003; 41 (9):4431.

          6. 曾少靈, 花群義, 張彩虹, 曹琛福, 秦智鋒, 阮周曦, et al. 非洲豬瘟病毒PCR檢測方法的建立. 動物醫學進展 2009; 30 (10):6-10.

          7. Agüero M, Fernández J, Romero LJ, Zamora MJ, Sánchez C, Belák S, et al. A highly sensitive and specific gel-based multiplex RT-PCR assay for the simultaneous and differential diagnosis of African swine fever and Classical swine fever in clinical samples. Veterinary Research 2004; 35 (5):551-563.

          8. 非洲豬瘟病毒和古典豬瘟病毒雙重PCR及雙重熒光PCR檢測方法的建立與應用. 揚州大學; 2010.

          9. Basto AP, Portugal RS, Nix RJ, Cartaxeiro C, Boinas F, Dixon LK, et al. Development of a nested PCR and its internal control for the detection of African swine fever virus (ASFV) in Ornithodoros erraticus. Archives of Virology 2006; 151 (4):819-826.

          10. Mckillen J, Mcmenamy M, Hjertner B, Mcneilly F, Uttenthal Å, Gallardo C, et al. Sensitive detection of African swine fever virus using real-time PCR with a 5′ conjugated minor groove binder probe. Journal of Virological Methods 2010; 168 (1):141-146.

           

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